Labordiagnostik: Porcines Reproduktives und Respiratorisches Syndrom (PRRS)

Verfügbare Assays

Polymerase-Kettenreaktion (PCR)

• Weist das Vorhandensein einer spezifischen Sequenz viraler Nukleinsäure (RNA) nach
• Probentypen: Gewebe, Vollblut, Serum, orale Flüssigkeiten etc.
• Vorteile:
  • Es werden separate Primer verwendet, um in der gleichen Probe zur gleichen Zeit PRRSV Typ 1 (europäisch) und PRRSV Typ 2 (nordamerikanisch) nachzuweisen.
  • Sehr hohe Empfindlichkeit (kann kleine Mengen von Viren erkennen)
  • Frühzeitige Erkennung – akute Fälle sollten positiv sein
  • Es können viele verschiedene Probentypen verwendet werden (Gewebe, Blut, Serum, orale Flüssigkeiten etc.).
  • Moderate Kosten:
    • Um die Kosten zu senken und gleichzeitig die Verringerung der Empfindlichkeit zu minimieren, können oft 5 Serum- oder Gewebeproben gepoolt werden.
    • Häufig werden orale Flüssigkeiten nicht gepoolt, da höhere Ct-Werte (niedrigere Viruskonzentrationen) erwartet werden, was zu einer starken Verringerung der Empfindlichkeit führen kann.
• Nachteile:
  • Das Labor muss die Primer regelmäßig aktualisieren, um falsch negative Testergebnisse zu vermeiden.
    • Sowohl PRRSV-Typ-1- als auch PRRSV-Typ-2-Primer müssen aktualisiert werden.
  • Sequenzierung erforderlich, um zwischen Impfvirus- und Wildvirusinfektion zu unterscheiden

Enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA)

• Erkennt das Vorhandensein von Antikörpern
• Probentypen: Serum oder orale Flüssigkeiten (einige Kits)
• Vorteile:
  • Die meisten erkennen Antikörper sowohl für PRRSV Typ 1 als auch für PRRSV Typ 2
  • Die Tiere bleiben mehrere Monate (3-12 Monate) lang positiv
  • Kann in chronischen Fällen verwendet werden
• Nachteile:
  • Die nachgewiesenen spezifischen Antikörper und der Zeitpunkt des Nachweises können zwischen den verschiedenen im Handel erhältlichen Kits leicht variieren.
  • Es dauert 7 bis 10 Tage, bis die Tiere seropositiv werden.
  • Unterscheidung zwischen maternalen Antikörpern und Exposition nicht möglich
  • Unterscheidung zwischen Impfvirus- und Wildvirusinfektion nicht möglich

Immunhistochemie (IHC)

• Erkennt das Vorhandensein von Virusantigenen
• Probentypen: Gewebe
• Vorteile:
  • Erkennt das Virus am Ort der Läsion (guter Nachweis der Krankheitsursache)
  • Kann niedrige, mittlere und hohe Virusmengen identifizieren
• Nachteile:
  • Es muss eine korrekte Gewebeprobe eingereicht werden
  • Benötigt deutlich mehr Viren als die PCR
  • Es wird nur eine kleine Gewebeprobe untersucht

Genetische Sequenzierung

• Sequenziert die Nukleinsäuren des Virus, die die genetische Information enthalten (RNA)
• Probentypen: Gewebe, Vollblut, Serum, orale Flüssigkeiten etc.
• Vorteile:
  • Kann das Wildvirus von Impfviren unterscheiden
  • Kann helfen, die neu eingetragenen Viren von bereits vorhandenen oder früheren Viren zu unterscheiden
• Nachteile:
  • Teuer
  • Oft wird nur ORF5 sequenziert, also 600 von ~15.000 Basenpaaren
  • Proben mit hohen CT-Werten > 34 sind tendenziell schwieriger zu sequenzieren

Tabelle 1: Iowa State University Veterinary Diagnostic Laboratory Sequenzerfolg basierend auf Ct-Werten (Zyklusschwellenwerten) von PRRSV-PCRs an Proben oraler Flüssigkeit. Tabelle aus Chris Rademacher et al. 2016.

Probe	PCR Ct-Bereich	Getestete Proben insgesamt	Anzahl der sequenzierten Proben	% Proben positiv sequenziert
Alle Proben	<30	2016	2013	99,85
	30,00-31,99	389	361	92,80
	32,00-33,99	324	265	81,79
	34,00-35,99	185	109	58,92
	36,00-37,00	65	26	40,00

Indirekter Immunfluoreszenz-Assay (IFA)

• Erkennt das Vorhandensein von Antikörpern
• Probentypen: Serum
• Vorteile:
  • Kann zusammen mit einem PCR-Test als Bestätigungstest für unerwartete positive ELISA-Testergebnisse dienen.
    

• Nachteile:
  • Bei großer Anzahl von Proben nicht durchführbar
  • Ergebnisse werden durch das für den Assay verwendete Virusisolat beeinflusst
  • Zuverlässigkeit hängt stark von den Fertigkeiten des Labortechnikers ab

Interpretation der Ergebnisse

PCR

• Positiv: Virus ist vorhanden/zirkuliert und ist sehr wahrscheinlich die Krankheitsursache, insbesondere bei niedrigeren Ct-Werten, und klinische Symptome sind vorhanden. Eine kürzlich erfolgte Impfung mit einem modifizierten Lebendvirus kann zu positiven PCR-Ergebnissen führen.
• Negativ: Negativ oder Virus könnte übersehen worden sein, wenn der Test erst spät nach der Infektion erfolgt.

ELISA

• Positiv: Maternale Antikörper oder frühere Exposition gegenüber dem Impf- oder Wildvirus (normalerweise > 7-10 Tage nach der Exposition)
• Negativ: Negativ oder Infektion zu früh, um erkannt zu werden (Test muss normalerweise mindestens 7-10 Tage nach der Exposition erfolgen)

IHC

• Positiv: Virus ist an der Läsionsstelle vorhanden
• Negativ: Negativ oder Virus könnte übersehen worden sein, wenn der Test spät nach der Infektion erfolgt

Genetische Sequenzierung

• Impfvirus: Zu erwarten > 99 % Homologie
• Wildvirus: Es ist mit einer Verminderung der Homologie von etwa 1-2 % pro Jahr zu rechnen.

IFA

• Positiv: Maternale Antikörper oder frühere Exposition gegenüber dem Impf- oder Wildvirus (> 7-10 Tage nach der Exposition)
• Negativ: Negativ auf Impfvirus oder Wildvirus oder Infektion zu früh zum Nachweis (muss mindestens 7-10 Tage nach der Exposition erfolgen)

Szenarien

Aborte bei Sauen/Jungsauen

• Abortierte Föten: Beproben Sie 6-8 Föten und poolen Sie die Proben für den PCR-Test. Nur etwa 50 % der abortierten Föten werden PCR-positiv sein (daher müssen viele Föten beprobt werden). Diejenigen, die positiv sind, haben aber eine hohe Viruskonzentration und können deshalb für die PCR-Tests in Zehnergruppen gepoolt werden.
• Sauen/Jungsauen, die Aborte hatten: Sammeln Sie für die PCR-Tests Serum von Sauen/Jungsauen, die vor Kurzem (< 10 Tage) einen Abort hatten. Die Proben können in Fünfergruppen gepoolt werden. ELISA-Tests sind nicht sinnvoll, da es normalerweise 7-9 Tage dauert, bis naive Sauen/Jungsauen positive Testergebnisse liefern.

Reproduktionsprobleme bei Sauen/Jungsauen

• Sammeln Sie 15 bis 20 Proben von erkrankten und 15 bis 20 Proben von nicht erkrankten Jungsauen/Sauen (insgesamt 30 - 40 Proben) und testen Sie diese mittels PCR (Pools von 5 oder 6) und ELISA (einzeln).

Lebensschwache Ferkel im Abferkelstall

• Von mehreren Würfen mit lebensschwachen Ferkeln können orale Flüssigkeiten der gesamten Schweinefamilie gesammelt und mittels PCR getestet werden.
• Von den Ferkeln können Hoden (falls kastriert), Schwänze, Zungengewebe (bei toten Ferkeln) aus verschiedenen Würfen im Abferkelstall gesammelt werden. Für den Test kann man eine große Anzahl von Proben zusammenbringen.
• Sammeln Sie Serumproben von 10 infizierten Würfen, indem Sie 2 bis 3 Ferkel pro Wurf beproben und mittels PCR an Gruppen von 5 oder 6 Ferkeln testen. Stellen Sie sicher, dass die Ferkel nicht gegen PRRS geimpft worden sind.

Mastschwein mit akuten klinischen Symptomen von PRRS

• Sammeln Sie orale Flüssigkeiten von 4 bis 6 verschiedenen Buchten und führen Sie mittels PCR individuelle Tests durch. Poolen Sie für den Test keine Proben.
• Sammeln Sie 15 bis 30 Serumproben von Schweinen mit klinischen Symptomen oder Stichproben und testen Sie mittels PCR. Kann für den PCR-Test in Gruppen von 5 oder 6 Ferkeln gepoolt werden.

Mastschweine mit chronischen klinischen Symptomen von PRRS

• Sammeln Sie orale Flüssigkeiten von 4 bis 6 verschiedenen Buchten und führen Sie mittels PCR individuelle Tests durch. Poolen Sie für den Test keine Proben. Sie können orale Flüssigkeitsproben auch mittels ELISA testen.
• Sammeln Sie 30 Serumproben von Schweinen mit klinischen Symptomen oder Stichproben und testen Sie mittels PCR. Kann für den PCR-Test in Gruppen von 5 oder 6 Ferkeln gepoolt werden. Testen Sie auch einzelne Proben mittels ELISA, um die Exposition zu bestätigen.