2
Monitorización en maternidad
Para determinar si una granja es estable al PRRSV se debe confirmar que no nacen lechones virémicos. La transmisión transplacentaria del PRRSV es enormemente eficiente, particularmente al final de la gestación, y por lo tanto, si existe viremia en las reproductoras, se producirá muy probablemente la infección de los fetos in utero.
Para ello debemos monitorizar la maternidad. Lo ideal es analizar los lechones al nacimiento, pero por la dificultad para muestrear esos animales, con frecuencia se muestrean animales poco antes del destete. Si los resultados son negativos, confirman la ausencia de circulación de virus en las reproductoras. Si son positivos debemos tomar muestras al nacimiento para determinar si los lechones nacieron infectados o se han infectado por contaminación cruzada durante la lactación.
La muestra de referencia para la determinación de la presencia del virus es el suero. Inicialmente se deben tomar muestras de sangre de un total de 30 lechones, lo que nos permitiría detectar una prevalencia del 10% con un nivel de confianza del 95% en muestras aleatorias. Al muestrear animales con signos de enfermedad la sensibilidad se estima que es más alta. En situaciones de muy baja circulación vírica, como las etapas finales de un programa de estabilización o granjas consideradas estables clínicamente, esta intensidad de muestreo puede no ser suficiente y se recomienda aumentar el tamaño de muestra a 60, lo que permite detectar prevalencias del 5% o superiores. Debido al bajo nivel de circulación vírica, se deben realizar muestreos sistemáticos y seriados durante largos periodos de tiempo ya que es posible que tras varios meses de resultados negativos encontremos alguna muestra positiva. Se deberían monitorizar como mínimo los lechones de un ciclo reproductivo completo una vez que empezamos a encontrar resultados negativos.
Ante la dificultad para tomar muestras de sangre en animales jóvenes, el impacto en su bienestar y el elevado tamaño de muestra necesario para detectar prevalencias tan bajas, se han desarrollado sistemas de muestreo alternativos. Una opción es la utilización de los fluidos de procesado, correspondientes al exudado a partir de los testículos y las colas. Dado que este exudado está compuesto fundamentalmente de plasma y sangre, se suele encontrar el virus cuando los lechones son virémicos, por lo que constituye una buena opción para aumentar el tamaño de muestra, manteniendo una buena sensibilidad en comparación con el análisis de muestras de suero. Hay que tener en cuenta que el uso de fluidos de procesado solo es válido en las granjas donde se practique la castración sistemática. En los fluidos procedentes solo de colas cortadas, la sensibilidad es mucho más baja e insuficiente para poder determinar con fiabilidad el estatus de la granja (Vilalta et al., 2018).
La obtención de sangre procedente de los cordones umbilicales ha demostrado ser una opción viable para la detección del PRRSV en lechones neonatos (Martin-Valls et al., 2018). Aunque la muestra es más fácil de obtener, es necesario recogerla en torno al momento del nacimiento y hay que tener en cuenta que es posible detectar contaminación ambiental. No obstante, es una alternativa fiable que permite monitorizar la maternidad con facilidad y es preferible a los fluidos de procesado solo de colas.
Los fluidos orales también se han identificado como una muestra válida. El problema en este caso es que los lechones en lactación no suelen sentirse atraídos por las cuerdas por lo que el tiempo de muestreo es largo y la representatividad de la camada baja, lo que los convierte en una opción no viable. Para intentar mejorar la utilidad de la técnica se ha optado por incluir a la madre, en los denominados fluidos familiares, ya que el ejemplo de la madre estimula a los lechones a morder la cuerda y aumenta la sensibilidad de la técnica. No obstante, es un sistema en estudio y no se considera la mejor opción. Además, se ha descrito la posibilidad de tomar muestras de la superficie de la ubre de la cerda utilizando toallitas impregnadas en líquido bajo el razonamiento de que, si los lechones están infectados, excretarán virus en fluidos orales y contaminarán la ubre. Aunque hay pocas experiencias y es pronto para evaluar el valor de este sistema, los resultados son esperanzadores, al igual que los obtenidos con el muestreo de superficies de la sala de lactación. En este caso, sin embargo, igual que hemos indicado para los cordones umbilicales, es posible obtener muestras positivas de camadas negativas, lo que indica la detección de ARN vírico procedente de contaminación ambiental por lo que la interpretación de los resultados debe ser cuidadosa (Vilalta et al, 2019).
Por último, se está estudiando la posibilidad de utilizar recolección de muestras agregadas de partes de cadáveres, especialmente lenguas, para determinar la presencia o ausencia del virus en animales nacidos muertos (Baliellas, 2020).
Monitorización de reproductoras
Otro punto clave es el análisis de las cerdas de renovación. Éste debe incluir un muestreo a la entrada y otro a la salida de la cuarentena mediante ELISA y RT-PCR para confirmar su estatus sanitario, monitorizar la eficiencia de la adaptación y conocer el momento de la infección, si ésta se produce. Conviene utilizar herramientas como la secuenciación para confirmar la identidad de los virus encontrados durante el periodo de adaptación (i.e. vacunal o cepa de campo). Aunque no es suficiente para confirmar que las cerdas no suponen un riesgo para la granja, debemos comprobar que, al menos, no sean virémicas cuando entren en las instalaciones de gestación.
Por otro lado, la monitorización de las reproductoras es extremadamente difícil. La serología tiene escaso valor ya que no existen vacunas marcadas en el mercado, los valores S/P son altamente variables entre individuos y dependientes a su vez de la cepa que causa la infección (Kim et al., 2007), y los animales permanecen seropositivos durante muchos meses. Además con frecuencia no se produce una respuesta secundaria tras una reinfección y, cuando se produce, es muy rápida por lo que la toma de muestras pareadas suele ser poco útil para determinar recirculaciones de virus. Del mismo modo, la monitorización mediante RT-PCR no es práctica, ya que el número de animales virémicos en un momento determinado es muy bajo y la viremia en animales adultos y con inmunidad previa es muy corta. Todo ello hace que, en la práctica, la capacidad de detección sea muy baja y no merezca la pena. En función de todo lo anteriormente comentado podemos concluir que la monitorización de cerdas en producción solo es útil en granjas negativas y para el diagnóstico de brotes de la enfermedad.
Por el contrario, la monitorización de animales en crecimiento es bastante fácil y se puede utilizar casi cualquier muestra y técnica. La única consideración sería utilizar un tamaño de muestra y un sistema de muestreo que permita obtener una buena representatividad de la población estudiada en función del nivel de prevalencia esperado.
